二、活体解剖技术

（一）动物的选择 常用的实验动物有狗、猫、兔、大白鼠、小白鼠、豚鼠、鸽、鸭、蟾蜍或蛙等。无论选用哪种动物，均需健康。一般地说，健康的哺乳动物毛色光泽，两眼明亮、眼和鼻无分泌物、鼻端潮而凉、反应灵活、食欲良好。健康的蛙或蟾蜍则皮肤湿润、喜爱活动，静止时后肢蹲坐、前肢支撑、头部和躯干挺起等。

动物种类的选择需根据实验内容而定，使其解剖和生理特点适合于预定实验的要求。如研究主动脉弓减压神经传入冲动的作用时，常选用兔作为实验对象，因为兔的减压神经在颈部自成一束，与迷走神经伴行，易于寻找和分离。在研究心脏特殊传导组织的电活动时，常选用狗的浦肯野氏纤维及兔的窦房结作为实验材料，因为狗的浦肯野氏纤维在心室内较为粗大，很容易解剖分离。此外，动物的选择还需考虑当地实验动物的多寡、供需状况等， 如澳大利亚常选用绵羊作为实验对象；在美国学生的实验中，常选用乌龟， 而我国则多选用蟾蜍。在生理学的研究中，特别是基础理论研究中，合理地选择实验动物，常常是实验成败的关键，但并非愈是高等动物愈好。在选择实验动物时，应根据实验需要，因地制宜地加以考虑。

（二）动物的麻醉 在慢性实验或急性在体实验中，施行手术之前必须将动物麻醉。麻醉可使动物在手术或实验过程中减少疼痛，保持安静，保证实验的顺利进行。麻醉剂的种类繁多，作用原理不尽相同。除了麻痹中枢神经系统以外，还会引起其它生理机能的变化，因此，在应用时需根据动物的种类以及实验或手术的性质慎重加以选择。麻醉必须适度，过深或过浅均会给手术或实验带来不良影响。麻醉的深浅可从呼吸，某些反射的消失，肌肉的紧张程度和瞳孔的大小加以判断。人们常用刺激角膜以观察角膜反射，夹捏后肢股部肌肉以观察其反应的简易方法了解动物的麻醉深度。适宜的麻醉状态是呼吸深慢而平稳，角膜反射与运动反应消失，肌肉松弛。

1. 常用麻醉剂的种类及用法 麻醉剂可分为局部麻醉剂和全身麻醉剂两种。局部麻醉剂常用 0.5—1.0% 盐酸普鲁卡因或 2%盐酸可卡因作皮肤或粘膜表面麻醉。在生理实验中，多采用全身麻醉剂，如挥发性的乙醚、氟烷和非

挥发性的巴比妥类、氨基甲酸乙酯等，以下分别加以介绍。

1. 乙醚（ether）是一种呼吸性麻醉剂，适用于各种实验动物。在用乙醚麻醉猫、兔、或鼠类时，可将动物放在特制的玻璃钟罩内，同时放入浸有乙醚的脱脂棉，动物在吸入后的 15—20min 开始发挥作用。在麻醉狗时， 可用特制的麻醉口罩套在动物嘴上，慢慢将乙醚滴在口罩上进行麻醉。麻醉时需注意动物的保定（下述）。

乙醚对呼吸道有刺激粘液分泌的作用，为防止呼吸道堵塞，可用硫酸阿托品（0.1—0.3mg/kg 体重）皮下或肌肉注射。

乙醚麻醉易于掌握，比较安全，作用时间短，麻醉后容易苏醒；但要专人管理麻醉，以防过早苏醒或麻醉过量。

1. 戊巴比妥纳（pentobarbital sodium）适用于各类实验动物。常配制成 5%的水溶液，一般由静脉或腹腔注射。戊巴比妥钠作用开始快，一次给药的麻醉有效时间约 2—4h，不需要特殊照顾。如在实验中需要补充注射时， 可再由静脉注射 1/5 剂量，仍可维持 1—2h。在麻醉过量时，可产生严重的呼吸和循环抑制，导致动物的死亡。

2. 硫喷妥纳（pentothal sodium）为淡黄色粉末，水溶液不稳定，一般需使用前配制，常用浓度为 2.5—5%，静脉注射，不宜作皮下或肌肉注射。静脉注射后作用较快，但苏醒也快，麻醉时间较短，一般约 1.5h。实验过程中可重复注射，以维持麻醉的深度。

3. 氨基甲酸乙酯（ethyl carbamate）又名乌拉坦或脲酯。氨基甲酸乙酯易溶于水，常用浓度为 20—25%。适用于多数动物：狗、猫、兔多用静脉或腹腔注射，鸟类多用肌肉注射，蛙类用皮下淋巴囊注射。

4. 氯醛糖（chloralose）溶解度较小，常用浓度为 1%，使用前须加热促其溶解，但不可煮沸。常采用静脉或腹腔注射，可维持麻醉状态 3—4h。与氨基甲酸乙酯合并常用于电生理实验中。

非挥发性麻醉剂使用简便，维持时间较长，实验中无需专人照管，麻醉深度也较易掌握，因此为大多数实验室采用。其缺点是苏醒缓慢。

常用麻醉剂的剂量和用法见表 1-1。

1. 麻醉剂的给药途径及方法 非挥发性麻醉剂的给药途径为注射给药法，主要有静脉、腹腔、肌肉、皮下和淋巴囊注射。

1. 静脉注射 常用静脉注射麻醉狗、兔。狗在麻醉前必须妥善保定， 特别是生狗，以防伤人。保定的方法多为捆绑狗的嘴鼻部。即用粗棉带从下颌绕到上颌打一结，然后绕向下颌再打一结，再将棉带引至头后，在颈部背面打第三结，最后再打一活结（图 1-11）。另外，也

表 1-1 动物常用麻醉剂的剂量和用法

可用特制的长柄大铁钳将狗颈部钳住，钳夹后将钳头固定于墙角或地面，此时头部不能自由活动，但不影响呼吸。在狗，最常用于注射和采血的静脉为前肢内侧的头静脉和后肢小腿外

侧的小隐静脉。注射前需在注射部位剪毛，用手握压静脉向心端处，使血管充血膨胀。将注射针头顺血管方向先刺入血管旁的皮下，然后再刺入血管，此时可见回血。注射者一手固定针头，一手缓缓进行推注（图 1-12）。静脉注射兔的常用部位为耳缘静脉。兔耳的外缘血管为静脉，中央的血

管为动脉。注射

前最好将动物放入兔体固定箱内，使兔头露于箱外，以防注射时挣扎。先除去注射部位的被毛，用左手食指和中指夹住耳缘静脉近心端，使其充血（亦可用动脉夹夹住），并用左手拇指和无名指固定兔耳。用右手持注射器将针头顺血管方向刺入静脉（图 1-13），刺入后再将左手食指和中指移至针头处， 协同拇指将针头固定于静脉内，便可缓缓注射。如注射阻力过大或局部肿胀，

说明针头未刺入血管，应拔出重新刺入。首次注射应从静脉的远心端开始， 以便进行反复注射。

1. 腹腔注射 常用腹腔注射麻醉猫和鼠类，狗、兔、鸽、蛙类也可采用。在进行猫的腹腔注射时，要紧紧抓住颈后皮肤皱襞，迅速将注射针头刺入腹腔，注射完毕后立即退出针头。猫是易发怒动物，牙、爪均可伤人，为安全计，最好将猫放入布制口袋内，封口后进行注射，其方法并不难掌握。在腹腔注射鼠类时，也需注意安全。对小白鼠可采用手持法进行注射（图1-14），即用左手小指和第四指将鼠尾夹住，迅速用其它三指抓住鼠耳及颈部皮肤，将腹部朝上，右手将注射针头刺入下腹部腹白线稍外侧处，注射针与皮肤面呈 45°夹角，若针尖通过腹肌后抵抗消失，应保持针头不动，轻轻注入麻醉剂。腹腔注射应防止把针头刺入肠、肝、膀胱等内脏器官，因此针头刺入后须轻轻回抽，如无肠内容物、尿液或血液被抽出，表明针头未刺入内脏。

2. 肌肉注射 常用肌肉注射麻醉鸟类，注射部位多为胸肌或腓肠肌等肌肉较发达的部位。猴、狗、猫、兔多选用两侧臀部或股部进行肌肉注射。固定动物后，右手持注射器，使之与肌肉呈 60°夹角，一次刺入肌肉。注射完毕后用手轻轻按摩注射部位，帮助药液吸收。

3. 皮下注射 在注射麻醉中并不常用。小白鼠的皮下注射通常在背部皮下，可将皮肤拉起，注射针刺入皮下。将针头轻轻向左右摇摆，容易摆动则表明已刺入皮下，然后注射药物。拔针时，可以手指轻捏注射部位，以防药液外漏。对大白鼠、豚鼠、兔、猫等可选用背部、大腿内侧或臀部等皮下脂肪较少的部位进行皮下注射。鸽通常选用翼下部位注射。（5）淋巴囊注射麻醉蛙或蟾蜍时常用淋巴囊注射。由于蛙类皮肤较薄，弹性较差，抽针后药液易自注射处外流，故采用胸部淋巴囊注射为宜。方法是将针头刺入口腔粘膜，通过下颌肌层入皮下淋巴后囊（图 1-15）再行注射。一只动物一次可注射 0.25—0.1ml 升溶液。

1. 麻醉过量的处理 麻醉过量时，可按麻醉剂的不同、过量的程度，采取不同的处理。如动物呼吸极慢而不规则，但血压和心搏仍正常时，可施行人工呼吸，并给苏醒剂。若动物呼吸停止、血压下降，但心搏仍可摸到时， 应迅速施行人工呼吸，同时注射 50% 温热葡萄糖

溶液 5-10ml，并给肾上腺素及苏醒剂。若动物呼吸停止、心搏极弱或刚停止时，应使用 5% CO2 和 60%O2 的混合气体进行人工呼吸，同时注射温热葡萄糖溶液、肾上腺素和苏醒剂，必要时可打开胸腔直接按摩心脏。常用的苏醒剂有咖啡因、苯丙胺、印防己毒素和可拉明等。

（三）动物的固定 急性在体实验的手术过程中，必须将麻醉动物稳妥地加以固定，以限制动物的活动，保证实验或手术的顺利进行。一般使用各种动物的头夹和固定绑带将动物固定于手术台上，但随手术部位和实验内容的差别，动物的固定方法也不相同。生理学实验中最常使用的动物固定方法有两种：背位（仰卧位）固定法和腹位（俯卧位）固定法，其中关键性的固定部位是头部和四肢。

1. 背位固定法 将动物的背部直接接触手术

台的固定方法。在呼吸、循环、消化、泌尿等实验中均采用此法。各类哺乳动物（兔、狗、猫等）的背位固定法大同小异，现以兔为代表加以说明。

1. 头部的固定 头部的固定通常使用头夹（图 1-16），有兔头夹、猫头夹和狗头夹之分。使用时可将相应的头夹固定于手术台前端的直棒上，然后将已麻醉的动物背位置于手术台上。兔头的固定是将兔头夹的半圆铁圈由背部夹持于动物的颈部，然后将金属圆铁圈适度地套紧兔嘴，旋紧螺丝，加以固定（图 1-17），但不可过分压迫鼻部，以免影响呼吸。狗头夹为一较大的圆铁圈，圈内上部有一直铁棒，其上有一半圆铁圈，均可上下移动，固定时把狗舌拉出，将狗的嘴鼻部插入圆铁圈内，半圆铁圈的下方，再将直铁棒插入上下颌之间，犬齿之后，加以固定，然后旋动螺旋，将半圆铁圈下移， 适度地压在动物的鼻梁上。若无动物头夹，也可取线绳代替，即将线绳拉紧动物的门齿，固定于手术台前端的直棒上，方法简便易行，也可达到固定头部的目的。

2. 四肢的固定 在头部固定之后，即可固定四肢。四肢用绑带固定， 先将绑带按图 1-17 打结，再进动物前肢的腕关节和后肢踝关节，将绑带收紧，后肢的绑带可直接拉紧分别扎于手术台两侧的木钩上。除特殊要求外， 前肢的固定方法应为：将两前肢平放在胸部的两侧，再把捆绑前肢的两条绑带从动物背部交叉穿过，并压在对侧前肢的前臂上，最后拉紧绑带，固定于手术台两侧的木钩上（图 1-17）。这样可将动物稳妥地固定于手术台上。

1. 腹位固定法

   是动物的腹部直接接触手术台的固定方法。这种固定法适用进行脑脊髓的实验。兔、猫头部的固定常用马蹄形头固定器（图 1-18）。其方法是在两侧眼眶下部剪去一小块毛皮，暴露颧骨突，用带 1mm 钻头的骨钻打一小孔，将固定器两侧的尖头金属棒紧紧嵌入小孔内，加以固定，再调节固定器中间的金属棒的高度，使其尖端紧嵌在两门齿缝之间，旋紧螺旋固定之。如果需要头部上仰，可提高固定器前端的垂直铁柱；如需头部下俯， 可将该铁柱放低。

动物四肢的固定同前，用绑带缚紧后直接拉紧固定于手术台两侧的木钩上，前肢的绑带可不进行交叉。

1. 蛙类的固定法

   蛙和蟾蜍的固定法也分背位和腹位两种。规范的固定方法是使用蛙腿夹和蛙板，方法较简单。将蛙腿夹套在蛙四肢的腕关节或踝关节处，拉紧四肢插入蛙板上的

小孔内即可（图 1-19）。如无这些器材，可用大头针将四肢直接钉在木板上。蛙类头部活动不大，一般不作特殊固定。

（四）急性动物实验的基本操作技术

1、手术切口与止血 在哺乳动物体上行皮肤切口之前，需将切口部位及其周围的毛剪去。剪毛应使用剪毛剪，持剪方法同一般手术剪。剪毛时，应将剪毛剪的凸面贴近皮肤，依次剪毛，切忌提起毛剪，以免剪及皮肤。剪下的毛应放入污物筒内，以免到处飞扬，污染环境。做切口前，应注意切口的大小和解剖结构，一般以少切断神经和血管为原则，同时应尽可能地使切口与各层组织的纤维方向一致。切口的大小，既要便于手术操作，但也不可过大。做切口时，先用左手拇指和食指、中指将预定切口上端两侧的皮肤固定， 右手持手术刀，用执弓式或执笔式，以适当的力量，一次全线切开皮肤和皮下组织，直至肌层。

手术过程中，要随时注意止血。以免造成手术野血肉模糊，难以分辨血

管和神经，延误手术时间。止血方法 第一步：作第一个单结视出血情况而定。微小血管出血，可用湿热生理盐水纱布按压止血；较大血管出血，需先找到出血点，用止血钳夹住，而后用线结扎；大血管破损，应准确、快速止血，否则失血过多，影响实验。实验期间，应将创口暂时闭合，或用温热生理盐水纱布盖好，以免组织干燥。

2、手术结 手术结不仅是外科

手术上的重要技术，也是急性动物实验中的基本技术。手术结有多种， 如单结、方结、外科结、脱结、十字结、三叠结等，其中以方结和三叠结最为安全可靠。在生理学实验中，又以方结最为常用，打结的方法有单手打结法、双手打结法和持钳打结法几种。单手打结法（图 1-20，1-21）最为方便， 但结线必须留得长些。

图 1-22，1-23 为持钳打结法。这种打结法适用于结线太短或结扎部位过深等情况。总之，打结是一种基本技术，在动物实验中经常使用，要经常练习，熟练掌握。

3、颈部手术

1. 气管分离术 将动物背位固定，剪去颈部腹面的毛，用手术刀在紧靠喉头下部沿颈部正中线切开皮肤。切口长度：兔、猫约 5-7cm；狗约 10cm； 大白鼠或豚鼠的 2.5-4cm。在气管正腹面用手或止血钳分层分离皮下结缔组织，即露出胸骨舌骨肌。此肌起于胸骨，止于舌骨体，位于颈腹面正中线， 覆盖于气管腹面。用止血钳由正中线将胸骨舌骨肌分开，即可

2. 颈外静脉分离术 哺乳动物的颈外静脉壁薄粗大，且分布很浅。位于颈部皮下、胸骨乳突肌（狗为胸头肌）外缘。分离该静脉时，可用左手拇指与食指捏住切口一侧的皮肤，再向外翻，可将暗紫色的粗大静脉翻于食指上。用玻璃解剖针或细止血钳由静脉外侧分离结缔组织，即可将颈外静脉分离出来，然后穿线备用。

3. 颈总动脉分离术 颈总动脉位于气管外侧，腹面被胸骨舌骨肌和胸骨甲状肌所覆盖。分离时，可用左手拇指和食指捏住已分离的气管一侧的胸骨肌，再稍向外翻，即可将颈总动脉以及神经束翻于食指上。用玻璃解剖针或止血钳轻轻分离动脉外侧的结缔组织，便可将颈总动脉分离出来，最后穿线备用。注意：颈部神经与颈总动脉被结缔组织包绕在一起，形成血管神经束。在分离动脉时，应注意神经的部位与走行，切勿伤及与其伴行的神经。

4. 神经分离术 在分离颈总动脉的基础上，提起动脉，即可看到粗细不同的神经，用玻璃解剖针小心分离其外的结缔组织，一般分离出 2cm 即可穿线备用。颈部的神经分布因动物的种类而不同，以下介绍常用实验动物兔、猫和狗颈部神经的特点。兔颈部的血管神经束内有 3 条粗细不同的神经，其中迷走神经最粗，呈白色，一般位于外例；交感神经稍细，略呈灰色，一般位于内侧；减压神经最细，位于迷走神经与交感神经之间，减压神经属于传入性神经（参见图 4-17）。猫的迷走神经与交感神经并行，迷走神经较粗， 交感神经较细，减压神经并入迷走神经中。狗在颈总动脉背外侧有一条粗大的迷走交感干，迷走神经的结状神经节与交感神经的颈前神经节相邻。迷走

神经从第 1 颈椎下面进入颈部，与交感神经干并行，被一结缔组织鞘所包绕， 形成迷走交感干，在进入胸腔后，两神经才分开、移行。

1. 腹部手术

   在动物实验中，腹白线是腹部切口的常用部位。腹白线是位于腹中线下面的白色健膜线，从胸骨的剑突隆起直至耻骨联合。腹白线为较宽的结缔组织间层，神经血管分布极少。因此，通过腹白线所作的腹正中切口，不伤及肌肉、神经和血管，对动物损伤较小，较少出血。腹正中切口的长度因实验的要求和动物的种类而不同。如在观察兔胃和小肠运动的实验中，需在胸骨剑突下方作 8-10cm 的切口，才能充分暴露胃和小肠。而在兔尿形成的调节实验中，只需自耻骨联合向前作 2-3cm 的切口，即可将膀胱引出。

兔左侧内脏大神经的分离可通过腹部，也可通过背部，这里仅以前者加以说明。将兔背位固定，剪毛，沿腹白线由剑突向后作 8-10cm 的腹正中切口。以温热生理盐水纱布包住胃肠道，并推向右侧。在左侧腹腔后壁找到左肾， 在肾脏上方，紧贴腹主动脉与左肾动脉夹角的上方，可见一杏黄色肾上腺。用止血钳分离肾上腺附近的脂肪组织，并向肾上腺斜外上方分离，在腹膜下隐约可见一乳白色的细神经

与腹主动脉并行，此即为内脏大神经。它由肾上腺外上方通向肾上腺，并在通向肾上腺前形成两条分支，分支交叉处略膨大，此即为腹腔神经节。小心分离内脏大神经，并穿线备用。5．股部手术 股部血管与神经在动物实验中也较常用，如插入心导管、测压、注射和采血等，股部血管和神经在股三角处通过。股三角为股部手术的常用部位。股三角是指耻骨肌与缝匠肌后部的后缘之间所形成的三角区。在股三角内，有股动脉、股静脉和股神经通过。血管与神经分离术：将动物背位固定，先用手指在股部内侧面根部触摸

动物搏动部位，剪去该部位的被毛，用手术刀沿血管平行方向作一 4-5cm 切口。用止血钳分离皮下结缔组织，再将耻骨肌和缝匠肌的交点处分离，并将缝匠肌后部向外拉开，其下方可见筋膜包绕的神经血管束（图 1-24）。用蚊式止血钳细心分离其结缔组织膜，即可将血管和神经分离出来，并穿线备用。血管神经的自然位置为，股静脉位于内侧，股神经位于外侧，股动脉位于两者之间。

（五）采血技术 由于实验动物不同，实验需要和采血数量有别，所选用的采血方法也不相同。这里仅介绍几种实验动物的常用采血技术。

1. 兔和豚鼠

1. 心脏采血 将兔或豚鼠背位固定，剪去左侧胸部相当于心脏部位的被毛，用碘酒和酒精消毒皮肤，选择心脏跳动最明显处作穿刺。一般由胸骨左缘外 3mm 处刺入兔的第三肋间隙；在豚鼠，则刺入第 4-6 肋间隙。穿刺时， 最好用左手触诊心脏，以作配合。当针头接近心脏时，就会感到心脏的跳动。这时需将针头再向里穿刺，便可进入心室。由于心脏的搏动，血液会自然进入注射器。如认为针头已进入心脏，但抽不出血液，可把针头稍微退出或进入一点。心脏采血经 6-7 天后，可以重复进行。采血量：在兔一次可取血液20-25ml，在豚鼠可取 6-7ml 血液。

2. 兔耳中央动脉采血 将兔置于兔固定箱内，用酒精棉球擦揉兔耳片刻，使其充血。在兔耳中央有一条纵行、较粗、颜色鲜红的中央动脉。用左手固定兔耳，右手持注射器，在中央动脉的末端，沿动脉平行地向心方向刺入动脉，轻轻抽动针筒，即可见血液进入注射器。一次可采血约 15ml（采血

后应注意止血）。采血一般使用 6 号针头，不可太细。需加注意的是，兔耳中央动脉易发生痉挛性收缩，因此，采血前必须使兔耳充血。当动脉扩张， 未发生痉挛性收缩前立即进行抽血，时间过长，动脉会发生较长时间的收缩， 采血难以进行。

此外，兔和豚鼠还可采用股静脉、颈静脉、股动脉、颈总动脉采血，一般需行动、静脉分离术，而后采取。

1. 小白鼠和大白鼠

1. 颈静脉或颈动脉采血 将鼠麻醉后背位固定于手术台上，剪去一侧颈部外侧的被毛，作常规颈静脉或颈动脉分离术。用注射器针头沿血管平行方向刺入，抽取所需血量。此法采血量：体重 20g 小白鼠可采血 0.6ml 左右； 体重 300g 大白鼠可采血 8ml 左右。同法也可选用股动脉或股静脉采血。

2. 尾静脉采血 将鼠放入固定筒内，露出鼠尾。用手揉擦或用温水（45

—50℃）加温鼠尾，也可用二甲苯等涂擦鼠尾，使尾静脉充血。用剪刀剪断尾尖（小白鼠 1—2mm，大白鼠约 5—10mm）后，即可流出血液。如血流不畅， 可用手轻轻从尾根部向尾尖部挤压数次，可取到数滴血液。

如实验需要间隔一段时间而多次采血时，每次采血可将鼠尾剪去很小一段。采血后，用棉球压迫止血，并立即用 6% 液体火棉胶涂于尾部伤口处， 使之结一层火棉胶薄膜，以保护伤口。

此外，也可采用尾静脉交替切割法进行间隔、多次性采血。方法是用锋利手术刀片在尾部切一小口，切破一段尾静脉，血液即由伤口流出（图 1-

25）。此法每次可采 0.3—0.5 ml 血液，可供—般血常规实验。尾部的 3 条静脉可交替切割，并由尾尖部向尾根部逐次切割，以保证连续多次使用。切割后用棉球压迫止血，约 3 天后即可结痂痊愈。此法在大白鼠采血时较为常用，效果较好。

1. 眼眶后静脉丛采血 先制作硬质玻璃吸管，管长 7-10cm，一端管径为 0.6 mm，壁厚为 0.3mm 的毛细管，另一端逐渐扩大呈喇叭形。采血部位是眼球和眼眶后界之间的眼眶后

静脉丛。采血时，用左手从背部捉住动物，以食指和拇指握住颈部，利用对颈部所加的轻压力，使头部静脉血液回流困难，眼球充分外突，以辨认眼眶后静脉丛（图 1-26）。右手持消毒的吸管，将其尖端插入内侧眼角，并轻轻由鼻侧眼眶壁

平行地对着喉头方向推进，约 4—5mm 即达眼眶后静脉

丛。把玻璃吸管取水平位，稍加吸引，血液即流入吸管。

为防止血液凝固，采血前可用 1%肝素溶液湿润吸管内壁。采血后，将吸管拔出，同时放松左手使出血停止。用此采血法一次可采取小白鼠血液0.2ml，大白鼠血液 0.5ml，一般不发生术后穿刺孔出血或其它合并症。还可根据实验需要，于数分钟后在同一穿刺孔重复采血。除小、大白鼠外，豚鼠和兔也可从眼眶后静脉丛采血。

1. 狗和猫 狗、猫的采血可用前、后肢皮下静脉。

其基本方法与静脉注射法相同（参见图 1-12）。需加注意的是抽血时速度要慢，以防针口吸着血管壁。此法一般可抽取 10—20ml 血液。此外，还可采用颈静脉、颈动脉、股动脉取血，基本方法见颈部手术和股部手术。如实验需要抽取大量血液，可用心脏采血法，其方法与兔的心脏采血略同。

1. 鸽、鸡和鸭

1. 翼根静脉采血 鸽和鸡常采用翼根静脉采血法。采血时，可将翼部展开，露出腋窝部，将羽毛拔去，即可见到明显的翼根静脉。由助手将动物固定，用碘酒、酒精消毒皮肤。用左手拇指、食指压迫此静脉的近心端，使

血管怒张。右手持连有5 1 号针头的注射器，由翼根部向翅方向沿静脉平行

2

刺入血管，即可抽取血液（图 1-27）。

1. 翼下肱静脉采血 鸭可从翼下肱静脉采血。采血时，将鸭背位固定于手术台上，剪去翼下靠躯干的羽毛，残留的绒羽可用手拔去。在靠近躯干部的翼下可见到皮下有一条深蓝色的肱静脉，便可用注射器由此处采血。

（六）动物的处死方法

1．脊椎脱臼法 用左手拇指和食指捏住小白鼠头的后部，并用力下压，右手抓住鼠尾，用力向后上方拉，即可使颈椎脱臼，瞬间死亡（图 1-28）。 2．空气栓塞法 向动物静脉内注入一定量的空气，使之发生栓塞而死亡。

狗、猫、兔、豚鼠均可用此法处死。兔一般选用耳缘静脉，狗由前肢或后肢皮下静脉注射。兔、猫等静脉内注入 20—40ml 空气、狗注入 80—150ml 空气即可致死。

3．放血致死法 轻度麻醉动物后，固定于手术台上。行股部手术，暴露股三角区。分离股动脉，并插一根塑料管。打开动脉夹，使血液流入容器内。一般动物 3—5min 内即可致死。除股动脉外，常用选用颈总动脉放血。此法处死动物较为安静，对内脏器官无损伤，是采集病理切片标本、同时采集血液的一种较好的方法。狗、兔、猫等均可采用此法处死。

（解景田）